Аренавирусы. Свойства аренавирусов. Геморрагическая лихорадка Ласса.
Обновлено: 15.05.2024
Учебник состоит из семи частей. Часть первая – «Общая микробиология» – содержит сведения о морфологии и физиологии бактерий. Часть вторая посвящена генетике бактерий. В части третьей – «Микрофлора биосферы» – рассматривается микрофлора окружающей среды, ее роль в круговороте веществ в природе, а также микрофлора человека и ее значение. Часть четвертая – «Учение об инфекции» – посвящена патогенным свойствам микроорганизмов, их роли в инфекционном процессе, а также содержит сведения об антибиотиках и механизмах их действия. Часть пятая – «Учение об иммунитете» – содержит современные представления об иммунитете. В шестой части – «Вирусы и вызываемые ими заболевания» – представлены сведения об основных биологических свойствах вирусов и о тех заболеваниях, которые они вызывают. Часть седьмая – «Частная медицинская микробиология» – содержит сведения о морфологии, физиологии, патогенных свойствах возбудителей многих инфекционных заболеваний, а также о современных методах их диагностики, специфической профилактики и терапии.
Учебник предназначен для студентов, аспирантов и преподавателей высших медицинских учебных заведений, университетов, микробиологов всех специальностей и практических врачей.
5-е издание, исправленное и дополненное
Книга: Медицинская микробиология, иммунология и вирусология
Аренавирусы
Семейство Arenaviridae (лат. arena – песок) состоит из одного рода, включающего свыше десятка антигенно родственных представителей. Четыре из них вызывают тяжелейшие заболевания, протекающие обычно с геморрагическим синдромом: лимфоцитарный хориоменингит (ЛХМ), лихорадки Ласса, Хунин и Мачупо.
Аренавирусы варьируют как по форме (округлые, овальные, полиморфные), так и по величине (50 – 300 нм), но преимущественно имеют округлую форму и средний диаметр 110 – 130 нм (см. рис. 78.4). Окружены плотной оболочкой, на которой расположены без видимой симметрии тесно прилегающие друг к другу поверхностные отростки, или ворсинки, часто булавовидной формы, длиной около 10 нм. Наиболее характерным морфологическим признаком семейства служит наличие внутри вирусных частиц электронно-плотных зернистых структур, напоминающих песчаные вкрапления, что нашло отражение в названии семейства. Эти включения являются рибосомами клеток-хозяев, располагаются циркулярно, особенно в крупных вирусных частицах, и иногда соединены тонкими нежными волоконцами.
Геном аренавирусов представлен одноцепочечной линейной негативной РНК, состоит из пяти фрагментов, два из которых являются вирусспецифическими (с молекулярной массой 3,2 и 1,6 МД), а остальные, вероятно, происходят из рибосом клеток-хозяев. В состав вирионов входит транскриптаза, которая синтезирует комплементарную нить РНК, функционирующую как мРНК; репродукция происходит в цитоплазме, созревание вирионов – на клеточных мембранах.
Аренавирусы, как все имеющие липидную оболочку вирусы, инактивируются жирорастворителями и детергентами. Легко теряют инфекционность при нагревании, особенно в присутствии двухвалентных катионов, в щелочной (рН выше 8,5) и кислой (рН ниже 5,5) средах. Чувствительны к УФ– и гамма-лучам. Хорошо сохраняются в замороженном и лиофилизированном состоянии. Способны к размножению в курином эмбрионе и в организме грызунов различного возраста в зависимости от вида аренавируса. Из клеточных культур наибольшей чувствительностью к аренавирусам обладает культура клеток почек зеленых мартышек (Vero); вирусы активно в ней размножаются и образуют бляшки под агаровым покрытием.
Аренавирусы не обладают гемагглютинирующими свойствами, но имеют комплементсвязывающий растворимый антиген, который может быть обнаружен в РСК, реакции иммунофлуоресценции и идентичен внутреннему антигену вириона. За счет этого антигена возможны перекрестные реакции между разными аренавирусами. С помощью непрямой иммунофлуоресценции с использованием иммунных сывороток морских свинок и хомячков и иммунных асцитических жидкостей мышей выявляются две антигенные группы аренавирусов – вирусы Старого Света (ЛХМ и лихорадки Ласса) и Нового Света (вирусы Мачупо и Хунин). Реакция нейтрализации характеризуется высокой специфичностью и позволяет идентифицировать отдельные виды вирусов.
Лимфоцитарный хориоменингит широко распространен практически повсеместно, в том числе в России. ЛХМ – зооантропоноз. Основной хозяин вируса – серые домовые мыши, иногда сирийские хомячки и полевки. Человек может заражаться от инфицированных животных аэрозольным и алиментарным путем, а также через укусы гамазовых клещей. У человека наблюдается прямое повреждающее действие вируса. Он размножается в лимфатических узлах, откуда распространяется по всей ретикулоэндотелиальной ткани (системе мононуклеарных фагоцитов), вызывая повреждение капилляров, нарушение их проницаемости и обширные кровоизлияния. Инкубационный период 6 – 7 дней; клинически ЛХМ
протекает как гриппоподобное заболевание, иногда с картиной асептического менингита или менингоэнцефалита. Сопровождается лейко– и тромбоцитопенией. Как правило, протекает благоприятно и заканчивается полным выздоровлением. Имеются данные о возможном тератогенном действии вируса ЛХМ на плод при внутриутробном инфицировании.
Лихорадка Ласса – эндемичная инфекция саванн к югу от Сахары (Нигерия, Либерия, Сьерра-Леоне). Основным резервуаром вируса является многососковая крыса Mastomys natalensis, которая выделяет большое количество вируса с мочой. Вирус передается путем контакта от человека к человеку (во время вспышек), от животных аэрогенным, алиментарным путем, возможно заражение через поврежденную кожу. Все это обусловливает возникновение внутрибольничных и семейных вспышек, заболеваний медицинского персонала. Вирус Ласса относится к числу наиболее опасных для человека, работа с ним требует строжайших мер предосторожности. Патогенез такой же, как при ЛХМ, но с преимущественным поражением внутренних органов. Инкубационный период 7 – 8, иногда до 20 дней. Начало заболевания постепенное: нарастает интоксикация, появляются геморрагический диатез, язвенный фарингит, желудочные боли, позже – отек лица и шеи, выпот в брюшную и плевральную полости и в перикард. Летальность в среднем около 43 %, во время отдельных эпидемических вспышек – до 67 %.
Боливийская геморрагическая лихорадка (Мачупо) имеет природно-очаговый характер, встречается в северо-восточных провинциях Боливии Манора и Итенес. Вирус персистирует в организме мышевидного грызуна – хомячка Calomys callosus, от которого передается человеку через воду и пищу, загрязненные мочой грызуна. Возможно также заражение воздушно-капельным путем в первые дни болезни при контакте с больным, когда вирус выделяется из верхних дыхательных путей. Инкубационный период 7 – 14 дней. Клиника заболевания складывается из признаков, присущих другим геморрагическим лихорадкам, особенностью является дрожание конечностей и языка, протеинурия; в период выздоровления наблюдаются выпадение волос и ломкость ногтей. Прогноз благоприятный, но при отдельных вспышках летальность достигает 30 %. У погибших обнаруживаются глубокие изменения в разных органах, особенно в печени (кровоизлияния, участки некроза паренхимы).
Аргентинская геморрагическая лихорадка (Хунин) – заболевание, встречающееся в центральной части Аргентины (провинции Буэнос-Айрес, Кордова и Санта-Фе), где ежегодно регистрируют до 3,5 тыс. случаев. Резервуар и источник вируса Хунин – грызуны Calomys musculinus и Calomys laucha; вирус также удается выделить от их экзопаразитов. У грызунов наблюдается персистентная инфекция, и вирус длительно и массивно выделяется с мочой. Человек заражается при вдыхании пыли или при употреблении продуктов, загрязненных грызунами. Не исключен трансмиссивный путь заражения. Инкубационный период 7 – 16 дней. Начало постепенное: нарастают признаки интоксикации, с 5-го дня – явления геморрагического диатеза. Заболевание протекает на фоне нарушения функции почек, нервной и сердечно-сосудистой систем. Исход в общем благоприятный, хотя летальность иногда может достигать 10 – 20 %.
Иммунитет. При аренавирусных инфекциях происходит накопление антител, динамика которого хорошо изучена. Антитела, определяемые методом непрямой иммунофлуоресценции, обычно появляются на 2 – 3-й нед. заболевания, когда состояние больного начинает улучшаться, причем во многих случаях находят IgA-антитела. Комплементсвязывающие и вируснейтрализующие антитела удается обнаружить значительно позже.
Лабораторная диагностика. При применении вирусологического и биологического методов для выделения вирусов в качестве материала используют смывы из носоглотки, кровь, ликвор, мочу, плевральный выпот, секционный материал. Выбор тест-объекта для заражения определяется патогенностью предполагаемого возбудителя для лабораторных животных (белые мыши, морские свинки, обезьяны различного возраста; используется заражение в мозг), а также разной чувствительностью к нему клеточных культур. Чаще используются клетки Vero, амниона человека, эмбриона мышей (цитопатический эффект с внутриклеточными включениями, образование бляшек). Идентифицируют вирусы в РСК, реакции нейтрализации или непрямой иммунофлуоресценции.
Наиболее доступными методами серологической диагностики служат реакция непрямой иммунофлуоресценции (антитела появляются в более ранние сроки и сохраняются дольше), а также РСК и РПГА.
Лечение и специфическая профилактика. Для большинства аренавирусных инфекций специфическое лечение не разработано. Единственным эффективным методом лечения лихорадки Ласса является применение гипериммунной сыворотки от переболевших или иммунизированных людей. Сыворотку от реконвалесцентов следует применять с осторожностью, так как вирус может персистировать в крови в течение нескольких месяцев после острой инфекции. Для профилактики перспективно применение живых аттенуированных вакцин, которыми в первую очередь должны иммунизироваться медицинские и лабораторные работники, а также лица, контактирующие с грызунами.
Вирус Ласса: характеристика инфекционного агента, биологические модели для исследования патогенеза, варианты вакцинных препаратов
Отсутствие профилактических вакцин и специфических терапевтических препаратов является основной проблемой для профилактики ЛЛ, в связи с этим в данном обзоре рассматриваются биологические модели (культуры клеток и животные), подходящие для изучения патогенеза этой болезни, доклинического исследования специфической активности и безвредности кандидатных вакцин, а также варианты этих разработок на основе таких платформ, как: инактивированный LASV и его ДНК, реассортант аренавируса Мопея, аттенуированные штаммы вирусов желтой лихорадки и кори, рекомбинантные и репликативно-дефектные вирусы (осповакцины, венесуэльского энцефалита лошадей, везикулярного стоматита крупного рогатого скота, аденовируса шимпанзе) и вирусоподобные частицы.
Ключевые слова
Об авторах
ФГБНУ «Федеральный исследовательский центр фундаментальной и трансляционной медицины» Министерства науки и высшего образования РФ; ФБУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии “Вектор”» Роспотребнадзора
Россия
Казачинская Елена Ивановна– д.б.н., ведущий научныйтсотрудник отдела экспериментального моделированиятпатогенеза инфекционных заболеваний; ведущий научный сотрудник отдела биоинженерии
630559, Новосибирская обл., р. п. Кольцово, 32-1
Конфликт интересов: Авторы подтверждают отсутствие конфликта финансовых/нефинансовых интересов, связанных с написанием статьи.
аспирант, стажер-исследователь отдела биоинженерии
р. п. Кольцово, Новосибирская обл.
к.б.н., старший научный сотрудник отдела «Коллекция микроорганизмов»
ФГБНУ «Федеральный исследовательский центр фундаментальной и трансляционной медицины» Министерства науки и высшего образования РФ
Россия
д.б.н., профессор, заведующий отделом экспериментального моделирования
патогенеза инфекционных заболеваний
Авторы подтверждают отсутствие конфликта финансовых/нефинансовых интересов, связанных с написанием статьи.
Список литературы
3. Орлова С.В., Годнева А.Т., Игнатьев Г.М., Быстрова С.И. Иммунизация кроликов вирусом Ласса // Вопросы вирусологии, 1990. Т. 35, № 1. С. 59-61.
6. Baize S., Marianneau P., Loth P., Reynard S., Journeaux A., Chevallier M., Tordo N., Deubel V., Contamin H. Early and strong immune responses are associated with control of viral replication and recovery in lassa virus-infected cynomolgus monkeys. J. Virol., 2009, Vol. 83, no. 11, pp. 5890-5903.
8. Bredenbeek P.J., Molenkamp R., Spaan W.J.M., Deubel V., Marianneau P., Salvato M.S., Moshkoff D., Zapata J., Tikhonov I., Patterson J., Carrion R., Ticer A., Brasky K., Lukashevich I.S. A recombinant yellow fever 17D vaccine expressing Lassa virus glycoproteins. J. Virol., 2006, Vol. 345, no. 2, pp. 299-304.
9. Brouillette R.B., Phillips E.K., Patel R., Mahauad-Fernandez W., Moller-Tank S., Rogers K.J., Dillard J.A., Cooney A.L., Martinez-Sobrido L., Okeoma C., Maury W. TIM-1 Mediates dystroglycan-independent entry of Lassa virus. J. Virol., 2018, Vol. 92, no. 16, pp. 1-15.
10. Buckley S.M., Casals J. Lassa fever, a new virus disease of man from West Africa. 3. Isolation and characterization of the virus. Am. J. Trop. Med. Hyg., 1970, Vol. 19, no. 4, pp. 680-691.
11. Carrion R.J., Brasky K., Mansfield K., Johnson C., Gonzales M., Ticer A., Lukashevich I., Tardif S., Patterson J. Lassa virus infection in experimentally infected marmosets: liver pathology and immunophenotypic alterations in target tissues. J. Virol., 2007, Vol. 81, no. 12, pp. 6482-6490.
12. Carrion R.J., Patterson J.L., C. Johnson, M. Gonzales, Moreira C.R., Ticer A., Brasky K., Hubbard G.B., Moshkoff D., Zapata J., Salvato M.S., Lukashevich I.S. A ML29 reassortant virus protects guinea pigs against a distantly related Nigerian strain of Lassa virus and can provide sterilizing immunity. Vaccine, 2007, Vol. 25, no. 20, pp. 4093-4102.
13. Cashman K.A., Broderick K.E., Wilkinson., E.R., Shaia C.I., Bell T.M., Shurtleff A.C., Spik K.W., Badger C.V., Guttieri M.C., Sardesai N.Y., Schmaljohn C.S. Enhanced efficacy of a codon-optimized DNA vaccine encoding the glycoprotein precursor gene of Lassa virus in a guinea pig disease model when delivered by dermal electroporation. Vaccines, 2013, no. 1, pp. 262-277.
14. Cashman K.A., Wilkinson E.R., Shaia C.I., Facemire P.R., Bell M., Bearss J.J., Shamblin J.D., Wollen S.E., Broderick K.E., Sardesai N.Y., Schmaljohn C.S. A DNA vaccine delivered by dermal electroporation fully protects cynomolgus macaques against Lassa fever. Hum. Vaccines Immunother., 2017, Vol. 13, no. 12, pp. 2902-2911.
15. Clegg C., Lloyd G. Vaccinia recombinant expressing Lassa-virus internal nucleocapsid protein protects guineapigs against Lassa fever. Lancet, 1987, Vol. 2, no. 8552, pp. 186-188.
16. Coller B.G., Blue J., Das R., Dubey S., Finelli L., Gupta S., Helmond F., Grant-Klein R.J., Liu K., Simon J., Troth S., Van Rheenen S., Waterbury J., Wivel A., Wolf J., Heppner D.G., Kemp T., Nichols R., Monath T.P. Clinical development of a recombinant Ebola vaccine in the midst of an unprecedented epidemic. Vaccine, 2017, Vol. 35, no. 35, pp. 4465-4469.
17. Dan-Nwafor C.C., Furuse Y., Ilori E.A., Ipadeola O., Akabike K.O., Ahumibe A., Ukponu W., Bakare L., Okwor T.J., Joseph G., Mba N.G., Akano A., Olayinka A.T., Okoli I., Okea R.A., Makava F., Ugbogulu N., Oladele S., Namara G., Muwanguzi E.N., Naidoo D., Mutbam S.K., Okudo I., Woldetsadik S.F., Lasuba C.L., Ihekweazu C. Measures to control protracted large Lassa fever outbreak in Nigeria, 1 January to 28 April 2019. Euro Surveill., 2019, Vol. 24, no. 20, 1900272. doi: 10.2807/1560-7917.ES.2019.24.20.1900272.
18. Durbin A., Wilder-Smith A. An update on Zika vaccine developments. Expert Rev. Vaccines, 2017, Vol. 16, no. 8, pp. 781-787.
19. Fan L., Briese T., Lipkin W.I. Z proteins of New World arenaviruses bind RIG-I and interfere with type I interferon induction. J. Virol., 2010, Vol. 84, no. 4, pp. 1785-1791.
20. Fisher-Hoch S.P., McCormick J.B., Auperin D., Brown B.G., Castor M., Perez G., Ruo S., Conaty A., Brammer L., Bauer S. Protection of rhesus monkeys from fatal Lassa fever by vaccination with a recombinant vaccinia virus containing the Lassa virus glycoprotein gene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989, Vol. 86, no. 1, pp. 317-321.
21. Fisher-Hoch S.P., Hutwagner L., Brown B., McCormick J.B. Effective vaccine for lassa fever. J. Virol., 2000, Vol. 74, no. 15, pp. 6777-6783.
22. Fox J.P., Fonseca da Cunha J., Kossobudzki S.L. Additional observations on the duration of humoral immunity following vaccination with the 17D strain of yellow fever virus. Am J. Hyg., 1948, Vol. 47, no. 1, pp. 64-70.
23. Frantz P.N., Teeravechyan S., Tangy F. Measles-derived vaccines to prevent emerging viral diseases. Microbes Infect., 2018, Vol. 20, no. 9, pp. 493-500.
24. Geisbert T.W., Jones S., Fritz E.A., Shurtleff A.C., Geisbert J.B., Liebscher R., Grolla A., Ströher U., Fernando L., Daddario K.M., Guttieri M.C., Mothé B.R., Larsen T., Hensley L.E., Jahrling P.B., Feldmann H. Development of a new vaccine for the prevention of Lassa fever. PLoS Med., 2005, Vol. 2, no. 6, pp. 537-545.
25. Goncalves A.R., Moraz M.L., Pasquato A., Helenius A., Lozach P.Y., Kunz S. Role of DC-SIGN in Lassa virus entry into human dendritic cells. J. Virol., 2013, Vol. 87, no. 21, pp. 11504-11515.
26. Hallam H.J., Hallam S., Rodriguez S.E., Barrett A.D.T., Beasley D.W.C., Chua A., Ksiazek T.G., Milligan G.N., Sathiyamoorthy V., Reece L.M. Baseline mapping of Lassa fever virology, epidemiology and vaccine research and development. N.P.J. Vaccines, 2018, Vol. 3, pp. 1-12.
28. Heppner D.G.J., Kemp T.L., Martin B.K., Ramsey W.J., Nichols R., Dasen E.J., Link C.J., Das R., Xu Z.J., Sheldon E.A., Nowak T.A., Monath T.P.; V920-004 study team. Safety and immunogenicity of the rVSVG-ZEBOV-GP Ebola virus vaccine candidate in healthy adults: a phase 1b randomised, multicentre, double-blind, placebo-controlled, dose-response study. Lancet Infect. Dis., 2017, Vol. 17, no. 8, pp. 854-866.
29. Jae L.T., Raaben M., Herbert A.S., Kuehne A.I., Wirchnianski A.S., Soh T.K., Stubbs S.H., Janssen H., Damme M., Saftig P., Whelan S.P., Dye J.M., Brummelkamp T.R. Virus entry. Lassa virus entry requires a trigger-induced receptor switch. Science, 2014, Vol. 344, no. 6191, pp. 1506-1510.
31. Jiang X., Huang Q., Wang W., Dong H., Ly H., Liang Y., Dong C. Structures of arenaviral nucleoproteins with triphosphate dsRNA reveal a unique mechanism of immune suppression. J. Biol Chem., 2013, Vol. 288, no. 23, pp. 16949-16959.
32. Kafetzopoulou L.E., Pullan S.T., Lemey P., Suchard M.A., Ehichioya D.U., Pahlmann M., Thielebein A., Hinzmann J., Oestereich L., Wozniak D.M. et al. Metagenomic sequencing at the epicenter of the Nigeria 2018 Lassa fever outbreak. Science, 2019, Vol. 363, no. 6422, pp. 74-77.
33. Kofman A., Choi M.J., Rollin P.E. Lassa Fever in Travelers from West Africa, 1969-2016. Emerg. Infect. Dis., 2019, Vol. 25, no. 2, pp. 245-248.
34. Lukashevich I.S. Advanced vaccine candidates for Lassa fever. Viruses, 2012, Vol. 4, no. 11, pp. 2514-2557.
35. Lukashevich I.S., Maryankova R.F., Fidarov F.M. Reproduction of Lassa virus in different cell cultures. Acta Virol., 1983. Vol. 27, no. 3, pp. 282-285.
36. Lukashevich I.S., Carrion R.J., Salvato M.S., Mansfield K., Brasky K., Zapata J., Cairo C., Goicochea M., Hoosien G.E., Ticer A., Bryant J., Davis H., Hammamieh R., Mayda M., Jett M., Patterson J. Safety, immunogenicity, and efficacy of the ML29 reassortant vaccine for Lassa fever in small non-human primates. Vaccine, 2008, Vol. 26, no. 41, pp. 5246-5254.
37. Maes P., Alkhovsky S.V., Bào Y., Beer M., Birkhead M., Briese T., Buchmeier M.J., Calisher C.H., Charrel R.N., Choi I.R., Kuhn J.H. Taxonomy of the family Arenaviridae and the order Bunyavirales: update 2018. Arch. Virol., 2018, Vol. 163, no. 8, pp. 2295-2310.
38. Manning J.T., Forrester N., Paessler S. Lassa virus isolates from Mali and the Ivory Coast represent an emerging fifth lineage. Front. Microbiol., 2015, no. 6, 1037. doi: 10.3389/fmicb.2015.01037
39. McCormick J.B., Mitchell S.W., Kiley M.P., Ruo S., Fisher-Hoch S.P. Inactivated Lassa virus elicits a non protective immune response in rhesus monkeys. J. Med. Virol., 1992, Vol. 37, no. 1, pp. 1-7.
40. Mire C.E., Cross R.W., Geisbert J.B., Borisevich V., Agans K.N., Deer D.J., Heinrich M.L., Rowland M.M., Goba A., Momoh M., Boisen M.L., Grant D.S., Fullah M., Khan S.H., Fenton K.A., Robinson J.E., Branco L.M., Garry R.F., Geisbert T.W. Human-monoclonal-antibody therapy protects nonhuman primates against advanced Lassa fever. Nat. Med., 2017, Vol. 23, no. 10, pp. 1146-1149.
41. Morrison H.G., Bauer S.P., Lange J.V., Esposito J.J., McCormick J.B., Auperin D.D. Protection of guinea pigs from Lassa fever by vaccinia virus recombinants expressing the nucleoprotein or the envelope glycoproteins of Lassa virus. J. Virol., 1989, Vol. 171, no. 1, pp. 179-188.
42. Okogbenin S., Okoeguale J., Akpede G., Colubri A., Barnes K.G., Mehta S., Eifediyi R., Okogbo F., Eigbefoh J., Momoh M., Rafiu M., Adomeh D., Odia I., Aire C., Atafo R., Okonofua M., Pahlman M., Becker-Ziaja B., Asogun D., Okokhere P., Happi C., Günther S., Sabeti P.C., Ogbaini-Emovon E. Retrospective cohort study of Lassa fever in pregnancy, Southern Nigeria. Emerg. Infect. Dis., 2019, Vol. 25, no. 8, pp. 1494-1500.
43. Olayemi A., Cadar D., Magassouba N., Obadare A., Kourouma F., Oyeyiola A., Fasogbon S., Igbokwe J., Rieger T., Bockholt S., Jérôme H., Schmidt-Chanasit J., Garigliany M., Lorenzen S., Igbahenah F., Fichet J.N., Ortsega D., Omilabu S., Günther S., Fichet-Calvet E. New hosts of the Lassa virus. Sci. Rep., 2016, Vol. 6, no. 25280, pp. 1-6.
44. Oestereich L., Lüdtke A., Ruibal P., Pallasch E., Kerber R., Rieger T., Wurr S., Bockholt S., Pérez- Girón J.V., Krasemann S., Günther S., Muñoz-Fontela C. Chimeric Mice with Competent Hematopoietic Immunity Reproduce Key Features of Severe Lassa Fever. PLoS Pathog., 2016, Vol. 12, no. 5, pp. 1-22.
45. Oestereich L., Rieger T., Lüdtke A., Ruibal P., Wurr S., Pallasch E., Bockholt S., Krasemann S., Muñoz-Fontela C., Günther S. Efficacy of favipiravir alone and in combination with ribavirin in a lethal, immunocompetent mouse model of Lassa fever. J. Infect Dis., 2016, Vol. 213, no. 6, pp. 934-938.
46. Peters C.J., Jahrling P.B., Liu C.T., Kenyon R.H., McKee K.T.J., Barrera Oro J.G. Experimental studies of arenaviral hemorrhagic fevers. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 1987, Vol. 134, pp. 5-68.
47. Purushotham J., Lambe T., Gilbert S.C. Vaccine platforms for the prevention of Lassa fever. Immunol. Lett., 2019, Vol. 215, pp. 1-11.
48. Pushko P., Geisbert J., Parker M., Jahrling P., Smith J. Individual and bivalent vaccines based on alphavirus replicons protect guinea pigs against infection with Lassa and Ebola viruses. J. Virol., 2001, Vol. 75, no. 23, pp. 11677-11685.
49. Richmond J.K., Baglole D.J. Lassa fever: epidemiology, clinical features, and social consequences. BMJ, 2003, Vol. 327, no. 7426, pp. 1271-1275.
50. Robinson J.E., Hastie K.M., Cross R.W., Yenni R.E., Elliott D.H., Rouelle J.A., Kannadka C.B., Smira A.A., Garry C.E., Bradley B.T., Garry R.F. Most neutralizing human monoclonal antibodies target novel epitopes requiring both Lassa virus glycoprotein subunits. Nat. Commun., 2016, Vol. 7, pp. 1-14.
51. Russier M., Pannetier D., Baize S. Immune responses and Lassa virus infection. Viruses, 2012, Vol. 4, no. 11, pp. 2766-2785.
52. Safronetz D., Mire C., Rosenke K., Feldmann F., Haddock E., Geisbert T., Feldmann H. A recombinant vesicular stomatitis virus-based Lassa fever vaccine protects guinea pigs and macaques against challenge with geographically and genetically distinct Lassa viruses. PLoS Negl. Trop. Dis., 2015, Vol. 9, no. 4, pp. 1-14.
53. Safronetz D., Rosenke K., Westover J.B., Martellaro C., Okumura A., Furuta Y., Geisbert J., Saturday G., Komeno T., Geisbert T.W., Feldmann H., Gowen B.B. The broad-spectrum antiviral Favipiravir protects guinea pigs from lethal Lassa virus infection post-disease onset. Sci. Rep., 2015, Vol. 5, no. 14775, pp. 1-11.
54. Salvato M.S., Domi A., Guzmán-Cardozo C., Medina-Moreno S., Zapata J.C., Hsu H., McCurley N., Basu R., Hauser M., Hellerstein M., Guirakhoo F. A Single dose of modified vaccinia Ankara expressing Lassa virus-like particles protects vice from lethal intra-cerebral virus challenge. Pathogens, 2019, Vol. 8, no. 133, pp. 1-14.
55. Schaeffer J., Carnec X., Reynard S., Mateo M., Picard C., Pietrosemoli N., Dillies M.A., Baize S. Lassa virus activates myeloid dendritic cells but suppresses their ability to stimulate T cells. PLoS Pathog., 2018, Vol. 14, no. 11, pp. 1-25.
56. Shaffer J.G., Schieffelin J.S., Gbakie M., Alhasan F., Roberts N.B., Goba A., Randazzo J., Momoh M., Moon T.D., Kanneh L., Levy D.C., Podgorski R.M., Hartnett J.N., Boisen M.L., Branco L.M., Samuels R., Grant D.S., Garry R.F. Viral hemorrhagic fever consortium. A medical records and data capture and management system for Lassa fever in Sierra Leone: Approach, implementation, and challenges. PLoS ONE, 2019, Vol. 14, no. 3, pp. 1-20.
57. Stephen E.L., Eddy G.A., Johnson K.M., Jahrling P.B., Hesse R.A., Callis R.T. Lassa virus infection of rhesus monkeys: pathogenesis and treatment with ribavirin. J. Infect. Dis., 1980, Vol. 141, no. 5, pp. 580-589.
58. Thompson J.M., Whitmore A.C., Staats H.F., Johnston R.E. Alphavirus replicon particles acting as adjuvants promote CD8+ T cell responses to co-delivered antigen. Vaccine, 2008, Vol. 26, no. 33, pp. 4267-4275.
59. Uckun F.M., Petkevich A.S., Vassilev A.O., Tibbles H.E., Titov L. Stampidine prevents mortality in an experimental mouse model of viral hemorrhagic fever caused by lassa virus. BMC Infect. Dis., 2004, Vol. 4, no. 1, pp. 1-7.
60. Warner B.M., Safronetz D., Stein D.R. Current research for a vaccine against Lassa hemorrhagic fever virus. Drug Des. Devel. Ther., 2018, Vol. 12, pp. 2519-2527.
61. Zapata J.C., Poonia B., Bryant J., Davis H., Ateh E., George L., Crasta O., Zhang Y., Slezak T., Jaing C., Pauza C.D., Goicochea M., Moshkoff D., Lukashevich I.S., Salvato M.S. An attenuated Lassa vaccine in SIV-infected rhesus macaques does not persist or cause arenavirus disease but does elicit Lassa virus-specific immunity. J. Virol., 2013, Vol. 10, no. 52, pp. 1-11.
Современное состояние разработки вакцин для специфической профилактики геморрагических лихорадок, вызываемых аренавирусами
Род Arenavirus (семейство Arenaviridae) в настоящее время включает в себя 26 отдельных видов вирусов. Разделяют две основные группы – аренавирусы Старого Света и Нового Света. Аренавирусы Нового Света разделяют на четыре клайда: А, B, C, D. Вирусы Ласса, Луйо, Мачупо, Хунин, Гуанарито и Сабиа являются возбудителями особо опасных геморрагических лихорадок: Ласса, Луйо, Боливийской, Аргентинской, Венесуэльской и Бразильской лихорадок соответственно. Эти аренавирусы представляют потенциальную угрозу для отечественного здравоохранения вследствие возможности их случайного завоза на территорию России. Вакцинация групп риска является наиболее эффективным и экономичным способом защиты. Целью настоящего обзора является анализ разрабатываемых специфических средств профилактики аренавирусных геморрагических лихорадок. В качестве основных направлений создания эффективных вакцин в отношении аренавирусных геморрагических лихорадок в настоящее время рассматривается создание живых вакцин на основе аттенуированных штаммов возбудителей, ДНК-вакцин, векторных рекомбинантных вакцин и вакцин на основе РНК-репликонов. В обзоре рассмотрены наиболее значимые результаты в направлении создания эффективных средств профилактики в отношении аренавирусных геморрагических лихорадок.
ФГБУ«48 Центральный научно-исследовательский институт» Министерства обороны Российской Федерации, Сергиев Посад
Россия
1. Альтштейн А.Д. Вирусные инфекции и генетическая инженерия. Биотехнология. 1987; 3(3):276–83.
2. Беляев А.С., Дмитриев И.П., Игнатьев Г.М., Мизенко Г.А., Путинцева Н.И., Сабиров А.Н., Самуков В.В., Семенова Л.Н., Аммосов А.Д., Рукавишников М.Ю., Красавина И.Н., Муратов П.Ю., Микрюков И.Н., Шевлягина Л.Р., Константинов А.П., Сандахчиев Л.С. Рекомбинантный вирус осповакцины, экспрессирующий средний pre-S2-S-белок оболочки вируса гепатита В. Индукция гуморального и клеточного иммунитета при иммунизации лабораторных животных. Доклады Академии наук СССР. 1990; 314(2):488–91.
3. Борисевич С.В., Михайлов В.В., Бектемиров Т.А., Перекрест В.В., Махлай А.А., Подкуйко В.Н., Борисевич И.В., Ручко В.М., Стовба Л.Ф., Левитов А.Т., Логинова С.Я., Кириллов В.Б., Максимов В.А., Рыбак С.И., Васильев Н.Т. Оценка возможности использования аттенуированных штаммов вируса вакцины для конструирования на их основе рекомбинантной вакцины против СПИДа. Русский журнал ВИЧ/СПИД и родственные проблемы. 2001; 5(2):75–89.
4. Борисевич И.В., Маркин В.А., Фирсова И.В., Хамитов Р.А., Максимов В.А., Евсеев А.А. Эпидемиология, профилактика и лечение геморрагических лихорадок (Марбург, Эбола, Ласса и Боливийской). Вопросы вирусологии. 2006; 5(51):8–16.
5. Васючков А.Д., Фидаров Ф.М., Лукашевич И.С. Штаммреассортант вирусов Ласса и Мопейя для получения иммуно- биологических препаратов. Патент СССР № 4899495/13, опубл. 1991.
6. Вирусные геморрагические лихорадки. Доклад комитета экспертов ВОЗ. Женева; 1986. 120 с. 7
7. . Игнатьев Г.М. Иммуногенные и протективные свойств рекомбинантного белка NP вируса Ласса. Вопросы вирусологии. 2002; 2:28–31.
9. Прасолов В.С., Иванов Д.С. Ретровирусные векторы в генной терапии. Вопросы медицинской химии. 2000; 46(3):207–25.
10. Abraham J., Kwong J.A., Albariño C.G., Lu J.G., Radonitzky S.R., Salazar-Bravo J., Farzan M., Spiropoulou C.F., Choe H. Hostspecies transferring receptor 1 orthologs are cellular receptors for nonpathogenic New World Clade B arenaviruses. PLos Pathog. 2009; 5(4):e1000358. DOI: 10.1371/journal.ppat.1000358.
11. Auperin D.D., Esposito J.J., Lange J.V., Bauer S.P., Knight J., Sasso D.R., McCormick J.B. Construction of a recombinant vaccinia virus expressing the Lassa virus glycoprotein gene and protection of guinea pigs from a lethal Lassa virus infection. Virus. Res. 1988; 9(2–3):233–48. PMID: 3354260.
12. Branco L.M., Grove J.N., Geske F.J., Bolsen M.L., Muncy I.J., Magliaro S.A., Henderson L.A., Schoepp R.J., Cashman K.A., Hensley L.E., Garry R. Lassa virus-like particles displaying all major immunological determinants as a vaccine candidate for Lassa hemorrhagic fever. Virol. J. 2010; 7:279. DOI: 10.1186/1743-422X-7-279.
13. Cajimat M.N.B. Genetic diversity and taxonomical relation- ships among the Tacaribe serocomplex viruses (family Arenaviridae). Dph Dissertation. Texas University Press; 2007. 98 с.
14. Centers for Disease Control and Prevention (CDC), Bolivian hemorrhagic fever – El Beni Department, Bolivia 1994. Morb. Mortal. Wkly. Rep. 1994; 43(50):943–6. PMID: 7990799.
15. Charrel R.N., de Lamballerie X. Arenaviruses other than Lassa virus. Antiviral. Res. 2003; 57(1–2):89–100. DOI: 10.1016/ s0166-3542(02)00202-4.
16. Chattergoon M., Boyer J., Weiner D.B. Genetic immuniza- tion a new era in vaccines and immune therapetics. FASEB J. 1997; 11(10):753–63. PMID: 9271360.
17. Clegg J.C., Lloyd G. Vaccine recombinant expressing Lassa-virus internal nucleocapsid protein protects guinea pigs against Lassa fever. Lancet. 1987; 2(8552):186–8. PMID: 2885642.
19. Gonsales J.P., Bowen M.D., Nichol S.T., Rico-Hesse R. Genetic characterization and phylogeny of Sabiá virus, an emergent pathogen in Brazil. Virology. 1996; 221(2):318–24. DOI: 10.1006/ viro.1996.0381.
21. Enria D., Barrera O.J.G. Junin virus vaccines. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2002; 263:239–61. PMID: 11987817.
22. Ferraro B., Morrow M.P., Huntick N.A., Shin T.H., Lucke C.E., Weiner D.B. Clinical application of DNA vaccines: current progress. Clin. Infect. Dis. 2011; 53(3):296–302. DOI: 10.1093/cid/ cir334.
23. Gonsales J.P., Bowen M.D., Nichol S.T., Rico-Hesse R. Genetic characterization and phylogeny of Sabiá virus, an emergent pathogen in Brazil. Virology. 1996; 221(2):318–24. DOI: 10.1006/ viro.1996.0381.
24. Grant-Klein R.J., Altamura L.A., Schmaljohn C.S. Progress in recombinant DNA-derived vaccines for Lassa virus and filoviruses. Virus. Res. 2011; 162(1–2):148–61. DOI: 10.1016/j. virusres.2011.09.005.
25. Huang C., Kolokoltseva O.A., Yun N.E., Seregin A.V., Poussard A.L., Walker A.G., Brasier A.R., Zhao Y., Tian B., de la Torre J.C., Paessler S. Junín virus infection activates the types I inter- feron pathway in a PIG-1-depended manner. PLoS. Negl. Trop. Dis. 2012; 6(5):e1659. DOI: 10.1371/journal.pntd.0001659.
26. Iwasaki M., Cubbit B., Teijaro J.R., de la Torre J.C. Ceneral molecular strategy for development of arenavirus live-attenuated vaccines. J. Virol. 2015; 89(23):12166–77. DOI: 10.1128/jvi.02075-15.
27. Мaiztegui J.L., McKee K.T.Jr., Barrera Oro J.G., Harrison L.H., Gibbs P.H., Feuillade M.R., Enria D.A., Briggiler A.M., Levis S.C., Ambrosio A.M., Halsey N.A., Peters C.J. Protective efficacy of a live attenuated vaccine against Argentine hemorrhag- ic fever. AHF Study Group. J. Infect. Dis. 1998; 177(2):277–83. PMID: 9466512.
28. Peters C.J., Buchmeier M., Rollin P.E., Ksiazek Т.О. Arenaviridae. In: Fields B.N., Knipe D.M., Howley P.M. Chanock P.M., Memick J.L., Monath T.P., Roizman R., Straus S.E. editors. Virology. 3rd ed. Philadelphia: Lippincott-Raven Publishers; 1996 P. 1521–51.
30. Pushko P., Geisbert J., Parker M., Jahrling P.B., Smith J. Individual and bivalent vaccines based on alphavirus replicons protect guinea pigs against lnfection with Lassa and Ebola viruses. J. Virol. 2001; 75(23):11677–85. DOI: 10.1128/jvi.75.23.11677-11685.2001.
32. Radoshitzky S.R., Kuhn J.H., de Kok-Mercado F., Jahrling P.B., Bavari S. Drug discovery technologies and strategies for Machupo virus and other New World arenaviruses. Expert. Opin. Drug. Discov. 2012; 7(7):613–32. DOI: 10.1517/17460441.2012.687719.
33. Rayner J.O., Dryga S.A., Kamrud K.I. Alphavirus vectors and vaccination. Rev. Med. Virol. 2002; 12(5):279–96. DOI: 10.1002/ rmv.360.
36. Stephan B.I., Lozano M.E., Goñi S.E. Watching every step of the way: Junin virus attenuation markers in the vaccine lineage. Curr. Genomics. 2013: 14(7):415–24. DOI: 10.2174/138920291407 131220153526.
37. Vela E. Animal models, profilaxis, and therapeutics for Arenavirus infection. Viruses. 2012; 4(9):1802–9. DOI: 10.3390/ v4091802.
38. Weber E.B., Buchmeier M.J. Fine mapping of a peptide sequence containing an antigenic site conserved among arenaviruses. Virology. 1988; 164(1):30–8. DOI: 10.1016/0042-6822(88)90616-2.
ГЕМОРРАГИЧЕСКАЯ ЛИХОРАДКА ЛУЙО
1. Paweska J.T., Sewlall N.H., Ksiazek T.G., Blumberg L.H., Hale M.J., lan Lipkin W., et al. Nosocomial outbreak of novel arenavirus infection, Southern Africa. Emerg. Inf. Dis. 2009; 15(10): 1596-602.
2. Briese T., Paweska J.T., McMullan L.K., Hutchison S.K., Street C., Palacios G., et al. Genetic detection and characterization of Lujo virus, a new hemorrhagic fever - associated arenavirus from Southern Africa. PLoS Pathog. 2009; 5(5): 1-8.
3. Buchmeier M.J, Peters C.J., de la Torre J.C. Arenavirdae: the viruses and their replication. In: Knipe D.M.H., Howley P.M., eds. Fields Virology. 5 th ed. Philadelphia: Lappincott, Williams and Wilkins; 2007: 1791-827.
4. McLay L., Liang Y., Ly H. Comparative analysis of disease pathogenesis and molecular mechanisms of New World and Old World arenavirus infection. J. Gen. Virol. 2014; 95(10): 1-15.
7. York J., Nunberg J.H. A novel zinc-binding domain is essential for formation of the functional Junin virus envelope glycoprotein complex. J. Virol. 2007; 81(24): 13385-91.
8. Bederka L.H., Bonhomme C.J., Ling E.L., Buchmeier M.J. Arenavirus stable signal peptide is the keystone subunit for glycoprotein coplex organization. MBio. 2014; 5(6): 1-14.
9. Cajimat M.N.B. Genetic diversity and taxonomical relationships among the Tacaribe serocomplex viruses (family arenaviridae): Diss. Texas; 2007.
10. Львов Д.К., Щелканов М.Ю. Аренавирусы. В кн.: Львов Д.К., ред. Руководство по вирусологии. Вирусы и вирусные инфекции человека и животных. М.: Медицинское информационное агентство; 2013: 271-4
11. Bergeron E., Chakrabarti A.K., Bird B.H., Dodd K.A., McMullan L.K., Spiropoulou C.F., et al. Reverse genetics recovery of Lujo virus and role of virus RNA secondary structures in efficient virus growth. J. Virol. 2012; 86(19): 10759-65.
12. Atkinson B., Chamberlain J., Dowall S.D., Cook N., Bruce C., Hewson R. Rapid molecular detection of Lujo virus RNA. J. Virol. Methods. 2014; 195: 170-3.
13. Ishii A., Thomas Y., Moongra L., Nakamura I., Ohnuma A. Novel arenavirus Zambia Emerging. Inf. Dis. 2011; 17(10): 1921-4.
14. Tani H. Analyses of entry mechanisms of novel emerging viruses using pseudotype VSV system. Trop. Med. Health. 2014; 42(2): 71-82.
15. Vela E. Animal models, profilaxis, and therapeutics for arenavirus infection. Viruses. 2012; 4(9): 1802-29.
16. Bird B.H., Dodd K.A., Erickson B.R., Albarino C.G., Chakrabarti A.K., McMullan L.K., et al. Severe hemorrhagic fever in strain 13/N guinea pigs infected with Lujo virus. PLoS Negl. Trop. Dis. 2012; 6(8): 1-13.
18. Rasmussen A.L., Tchitchek N., Safronetz D., Carter V.S., Williams C.M., Haddock E., et al. Delayed inflammatory and cell death responses are associated with reduced pathogenicity in Lujo virus-infected Cynomolgus Macaques. J. Virol. 2015; 89(5): 2543-52.
Лихорадка денге
Лихорадка денге – переносимое москитом заболевание Обзор арбовирусных, аренавирусных и филовирусных инфекций (Overview of Arbovirus, Arenavirus, and Filovirus Infections) Понятие арбовируса (вирус, переносимый членистоногими) применимо к любому вирусу, который передается человеку и/или другим позвоночным некоторыми видами членистоногих, что питаются кровью, в. Прочитайте дополнительные сведения , вызываемое флавивирусом. Лихорадка денге обычно приводит к резкому повышению температуры, головной боли, миалгии, артралгии и генерализованной лимфаденопатии, после чего возникает сыпь, которая появляется с повторным повышением температуры после афебрильного периода. Могут появиться поражения дыхательных путей, такие как кашель, а также тонзиллит и ринорея. Лихорадка денге может также вызвать потенциально летальную геморрагическую лихорадку с кровотечением и шоком. Диагноз включает серологический анализ и полимеразную цепную реакцию (ПЦР). Лечение симп-томатическое и при геморрагической лихорадке денге включает трансфузионную терапию.
Денге эндемична для тропических регионов мира в широтах приблизительно от 35 ° на север к 35 ° на юг. Вспышки наиболее распространены в Юго-Восточной Азии, но также случаются и в бассейне Карибского моря, включая Пуэрто-Рико и Виргинские острова США, Океанию и индийский субконтинент; недавно заболеваемость лихорадкой денге увеличилась в Центральной Америке и Южной Америке. Каждый год, только по приблизительным подсчетам, 100–200 случаев привозят в США возвращающиеся туристы, но около 50–100 млн случаев происходят во всем мире, приблизительно с 20 000 смертельных исходов. Случаи ограниченной локальной передачи вируса совсем недавно имели место на Гавайях (2015), во Флориде (2013, 2020), и Техасе (2013).
Возбудитель, флавивирус с 4 серологическими группами, передается укусом москитов вида Aedes. Отдельные москиты могут кусать несколько раз, подвергая риску инфекции множество людей. Вирус циркулирует в крови зараженных людей в течение 2–7 дней; москиты Aedes могут приобрести вирус во время питания на человеке.
Симптомы и признаки лихорадки денге
После инкубационного периода 3–15 дней появляются лихорадка, озноб, головная боль, заглазничная боль при движении глаз, поясничная боль в спине и выраженная общая слабость. Сильная боль в ногах и суставах ощущается в течение первых часов, что и дало традиционное название лихорадки денге – костоломная лихорадка, лихорадка, вызывающая раскачивающуюся походку, лихорадка с воспалением суставов. Температура быстро повышается до 40 ° C с относительной брадикардией. Бульбарная и пальпебральная конъюнктивальная инъекция и переходяще вспыхивающая или бледно-розовая пятнистая сыпь (особенно на лице). Шейные, подмышечные и паховые лимфоузлы часто увеличены.
Лихорадка и другие симптомы сохраняются 48–96 часов, сопровождаются быстрым понижением температуры с обильным потоотделением. Пациенты затем чувствуют себя хорошо приблизительно около 24 часов, после чего лихорадка может начаться снова (паттерн патологического лордоза), как правило, с более низкой пиковой температурой, чем в первый раз. Одновременно бледная пятнисто-папулезная сыпь распространяется по телу на конечности и лицо.
При легких формах лихорадки обычно нет увеличения лимфатических узлов, снижение температуры тела наступает через 72 часов. При более тяжелой болезни астения может продлиться несколько недель. Смерть редка. Иммунитет к инфицирующему штамму длительный, тогда как иммунитет более широкого свойства к другим штаммам длится только 2–12 месяцев.
Более тяжелая форма инфекционного заболевания может возникнуть вследствие зависимого от антитела повышения уровня инфицирования, в ходе которого у пациентов появляются ненейтрализирующие антитела в результате предыдущего инфицирования лихорадкой денге первого серотипа, а затем лихорадкой денге второго серотипа.
Диагностика лихорадки Денге
Серологические исследования в острой стадии и в период выздоровления
Диагностические исследования включают серологическое исследование (в острой фазе и в период выздоровления), выявление антигена и идентификацию вирусного генома с помощью полимеразной цепной реакции (ПЦР) из образцов крови. Серологический анализ включает анализы подавления гемагглютинации или фиксации комплемента с использованием парных сывороток, но возможны и перекрестные реакции с другими антителами флавивирусов, особенно с вирусом Зика. Тесты нейтрализации на тромбоцитах специфичны и считаются золотым стандартом для серологической диагностики. Выявление антигена доступно в некоторых частях мира (не в США), и ПЦР обычно делается только в лабораториях специальной экспертизы.
Хотя это делается редко и процесс выполнения трудоемкий, но можно провести тест-культуры, используя привитых москитов рода Toxorhynchites или специальные клеточные линии в специализированных лабораториях.
Общий анализ крови может показать лейкопению ко 2-му дню лихорадки; к 4-му или 5-му дню количество белых клеток крови может быть 2 000–4 000/мкл всего лишь с 20–40% гранулоцитов. Анализ мочи может показать умеренную альбуминурию. Также может присутствовать тромбоцитопения.
Лечение лихорадки Денге
Лечение лихорадки денге является симптоматическим. Может использоваться ацетаминофен, но нестероидных противовоспалительных препаратов, включая аспирин, нужно избегать, потому что существует опасность кровотечения. Аспирин увеличивает риск синдрома Рея Синдром Рейе Синдром Рейе является редкой формой острой энцефалопатии и жировой инфильтрации печени, которая имеет тенденцию к появлению после некоторых острых вирусных инфекций, особенно когда используются. Прочитайте дополнительные сведения у детей; по этой причине следует избегать его применения.
Профилактика лихорадки Денге
Жители эндемичных районов должны избегать комариных укусов. Чтобы предотвратить дальнейшую передачу вируса москитами, пациенты с лихорадкой денге должны находиться под противомоскитной сеткой, пока 2-й приступ лихорадки не закончится.
В настоящий момент несколько вариантов квадривалентных вакцин находится в стадии разработки. Одна четырехвалентная вакцина, Денгваксия®, была лицензирована в Мексике в декабре 2015 года, а затем на Филиппинах и в ряде других стран для использования у людей в возрасте от 9 до 45 лет, проживающих в эндемичных районах (которые включают территории США Американского Самоа, Гуам, Пуэрто-Рико и Виргинских островов США). Вакцина снижает риск госпитализации и тяжелых заболеваний у серопозитивных реципиентов. Тем не менее вакцинация детей, которые никогда не болели лихорадкой денге, может способствовать развитию более серьезных нарушений, в случае, если в дальнейшем они будут инфицированы лихорадкой денге; в связи с этим Органы здравоохранения Филиппин (Philippine health authorities) прекратили вакцинацию против лихорадки денге в своей стране. Всемирная организация здравоохранения ( 1 Справочные материалы по профилактике Лихорадка денге – переносимое москитом заболевание, вызываемое флавивирусом. Лихорадка денге обычно приводит к резкому повышению температуры, головной боли, миалгии, артралгии и генерализованной. Прочитайте дополнительные сведения ) и Управление по контролю за продуктами и лекарствами США рекомендуют провести предварительный вакцинационный скрининг на серологические свидетельства предыдущей инфекции денге и проводить вакцинацию только серопозитивных пациентов. Три дозы вводятся каждые 6 месяцев.
Справочные материалы по профилактике
1. World Health Organization: Dengue vaccines: WHO position paper – September 2018. По состоянию на 09.07.2021.
Читайте также: