Передвижение сперматозоидов. Механизм передвижения сперматозоидов

Благодаря исследованиям последних лет стало очевидным, что контроль клеточной гибели хламидиями является одним из главных механизмов их ухода от атаки защитных факторов макроорганизма. Известно, что при инфекционных процессах апоптоз - это протективная реакция организма, направленная на предотвращение распространения инфекции [6, 18].

Хламидии являются теми патогенами, которые обладают эффективными механизмами регуляции апоптоза. На разных этапах своего жизненного цикла хламидии реализуют различную тактику: подавляют апоптоз на первых этапах для того, чтобы обеспечить внутриклеточное размножение, и активируют апоптоз на этапе выхода инфекционных элементарных телец и дальнейшего распространения инфекции.

Токсичные продукты, типа ЛПС, выделяемые хламидиями, могут играть некоторую роль в осуществлении апоптоза [2, 14].

В настоящем исследовании выявлено различие в содержании (AnV+/PI–)-сперматозоидов в контроле и в опыте после 6-часовой инкубации с ЛПС C. trachomatis. Этот факт позволяет сделать вывод о том, что действие ЛПС C. trachomatis (серовар E) на сперматозоиды человека in vitro заключается в способности вызывать структурно-биохимические изменения в мембране сперматозоидов, индуцируя апоптоз, ранним признаком которого является нарушение фосфолипидной асимметрии мембраны клетки и перемещение ФС на внешнюю сторону цитоплазматической мембраны сперматозоидов.

Наличие у C. trachomatis механизмов и способности к регуляции апоптоза клеток хозяина реализуется посредством действия ее структурных компонентов - ЛПС - токсичных эндотоксинов, влияющих на фертильность сперматозоидов и способных привести к развитию мужского бесплодия.

Однако можно предположить, что процесс апоптоза сперматозоидов запускается для предотвращения передачи генетических дефектов, так как инфицирование C. trachomatis может повлиять на нормальное развитие эмбрионов, если оплодотворение было успешным.

Заключение

Таким образом, изучение ЛПС C. trachomatis и их способности индуцировать апоптоз половых клеток открывает перспективы в разработке методических подходов для ранней диагностики как мужского, так и женского бесплодия, а также этиотропной и патогенетической терапии. Изучение таких бактериальных факторов представляется принципиально важным в свете поиска новых подходов к лечению и профилактике хронических инфекций.

Однако для подтверждения данных проведенного эксперимента, полученных в условиях in vitro, необходимы дальнейшие исследования у инфицированных C. trachomatis мужчин, у которых хламидиоз приводит к ухудшению качества спермы.

Механизм движения жгутиков сперматозоидов

Механизм движения ресничек и жгутиков сперматозоидов основан на скольжении дуплетов микротрубочек друг относительно друга благодаря поступательному движению динеинов – моторных белков, способных перемещаться по поверхности микротрубочек и трансформирующих химическую энергию, содержащуюся в аденозинтрифосфате, в механическую энергию движения. Ранее внешние и внутренние динеиновые ручки считали сходными по структуре и функциям, однако недавно полученные экспериментальные данные свидетельствуют о значительном их различии по составу субъединиц, расположению в аксонеме и механизмам регуляции. И хотя понимание принципов изменения активности описанных моторных белков остается неполным, установлены тонкие механизмы функционирования данных структур.

Ключевые слова

Об авторах

Светлана Айвенговна Руднева

115522 Москва, ул. Москворечье, 1

Список литературы

1. Noji H., Yasuda R., Yoshida M., Kinoshita K. Direct observation of the rotation of F1-ATPase. Nature 1997;386(6622):299–302. DOI: 10.1038/386299a0. PMID:9069291.

2. Kinoshita K. Jr, Yasuda R., Noji H. et al. F1-ATPase: a rotary motor made of a single molecule. Cell 1998;93(1): 21–4. PMID: 9546388.

3. Lindemann C.B., Lesich K.A. The geometric clutch at 20: stripping gears or gaining traction? Reproduction 2015;150(2):R45–53. DOI: 10.1530/REP-14-0498. PMID: 25918437.

4. Zamboni L. Sperm structure and its relevance to infertility. An electron microscopic study. Arch Pathol Lab Med 1992;116(4):325–44. PMID: 1558470.

5. Skowronek M.F., Alciaturi J., Casano- va G. et al. Value of quantitative ultramorphological sperm analysis in infertile men. Reprod Biol 2010;10(2):125–39. PMID: 20668504.

6. Брагина Е.Е., Бочарова Е.Н. Количественное электронно-микроскопическое исследование сперматозоидов при диагностике мужского бесплодия. Андрология и генитальная хирургия 2014;(1):41–50.

7. Kon T., Oyama T., Shimo-Kon R. et al. The 2.8 Å crystal structure of the dynein motor domain. Nature 2012;484(7394):345–50. DOI: 10.1038/nature10955. PMID: 22398446.

8. Schmidt H., Gleave E.S., Carter A.P. Insights into dynein motor domain function from a 3.3-Å crystal structure. Nat Struct Mol Biol 2012;19(5):492–7. DOI: 10.1038/nsmb.2272. PMID: 22426545.

9. Wirschell M., Hendrickson T., Sale W.S. Keeping an eye on I1: I1 dynein as a model for flagellar dynein assembly and regulation. Cell Motil Cytoskeleton 2007;64(8):569–79. DOI: 10.1002/cm.20211. PMID: 17549744.

11. Tash J.S, Means A.R. Regulation of protein phosphorylation and motility of sperm by cyclic adenosine monophosphate and calcium. Biol Reprod 1982;26(4):745–63. PMID: 6282354.

12. Bannai H., Yoshimura M., Takahashi K., Shingyoji C. Calcium regulation of microtubule sliding in reactivated sea urchin sperm flagella. J Cell Sci 2000;113(Pt 5):831–9. PMID: 10671372.

13. Nicastro D., Schwartz C., Pierson J. et al. The molecular architecture of axonemes revealed by cryoelectron tomography. Science 2006;313(5789):944–8. DOI: 10.1126/science.1128618. PMID: 16917055.

15. Baccetti B., Afzelius B.A. The biology of the sperm cell. Monogr Dev Biol 1976;(10):1–254. PMID: 1107820.

16. Guichard P., Hachet V., Majubu N. et al. Native architecture of the centriole proximal region reveals features underlying its 9-fold radial symmetry. Curr Biol 2013;23(17):1620–8. DOI: 10.1016/j.cub.2013.06.061. PMID: 23932403.

17. Stephens R.E., Oleszko-Szuts S., Linck R.W. Retention of ciliary ninefold structure after removal of microtubules. J Cell Sci 1989;92(Pt 3):391–402. PMID: 2592445.

18. Fawcett D.W. The cell. Philadelphia. 2nd edn. Philadelphia: W.B. Saunders Co, 1981. 855 p.

19. Linck R.W., Chemes H., Albertini D.F. The axoneme: the propulsive engine of spermatozoa and cilia and associated ciliopathies leading to infertility. J Assist Reprod Genet 2016;33(2):141–56. DOI: 10.1007/s10815-016-0652-1. PMID: 26825807.

20. Mohri H. Amino-acid composition of “tubulin” constituting microtubules of sperm flagella. Nature 1968;217(5133):1053–4. PMID: 4296139.

21. Linck R.W., Amos L.A., Amos W.B. Localization of tektin filaments in microtubules of sea urchin sperm flagella by immunoelectron microscopy. J Cell Biol 1985;100(1):126–35. PMID: 3880749.

22. Norrander J.M., Perrone C.A., Amos L.A., Linck R.W. Structural comparison of tektins and evidence for their determination of complex spacings in flagellar microtubules. J Mol Biol 1996;257(2):385–97. DOI: 10.1006/jmbi.1996.0170. PMID: 8609631.

23. Linck R., Fu X., Lin J. et al. Insights into the structure and function of ciliary and flagellar doublet microtubules: tektins, Ca2+-binding proteins, and stable protofilaments. J Biol Chem 2014;289(25):17427–44. PMID: 24794867. DOI: 10.1074/jbc.M114.568949.

25. Paturle-Lafanechère L., Manier M., Trigault N. et al. Accumulation of delta 2-tubulin, a major tubulin variant that cannot be tyrosinated, in neuronal tissues and in stable microtubule assemblies. J Cell Sci 1994;107(Pt 6):1529–43. PMID: 7962195.

26. Paturle-Lafanechère L., Eddé B., Denoulet P. et al. Characterization of a major brai1n tubulin variant which cannot be tyrosinated. Biochemistry 1991;30(43):10523–8. PMID: 1931974.

27. Mary J., Redeker V., Le Caer J.P. et al. Posttranslational modifications in the C-terminal tail of axonemal tubulin from sea urchin sperm. J Biol Chem 1996;271(17):9928–33. PMID: 8626629.

28. Eddé B., Rossier J., Le Caer J.P. et al. A combination of posttranslational modifications is responsible for the production of neuronal alpha-tubulin heterogeneity. J Cell Biochem 1991;46(2):134–42. DOI: 10.1002/jcb.240460207. PMID: 1680872.

29. Eddé B., Rossier J., Le Caer J.P. et al. Polyglutamylated alpha-tubulin can enter the tyrosination/detyrosination cycle. Biochemistry 1992;31(2):403–10. PMID: 1370628.

31. Audebert S., Koulakoff A., BerwaldNetter Y. et al. Developmental regulation of polyglutamylated alpha- and betatubulin in mouse brain neurons. J Cell Sci 1994;107(Pt 8):2313–22. PMID: 7527057.

32. Kreitzer G., Liao G., Gundersen G.G. Detyrosination of tubulin regulates the interaction of intermediate filaments with microtubules in vivo via a kinesindependent mechanism. Mol Biol Cell 1999;10(4):1105–18. DOI: 10.1091/mbc.10.4.1105. PMID: 10198060.

33. Bré M.H., Redeker V., Quibell M. et al. Axonemal tubulin polyglycylation probed with two monoclonal antibodies: widespread evolutionary distribution, appearance during spermatozoan maturation and possible function in motility. J Cell Sci 1996;109(Pt 4):727–38. PMID: 8718664.

34. Gibbons I.R., Rowe A.J. Dynein: a protein with adenosine triphosphatase activity from cilia. Science 1965;149(3682):424–6. DOI: 10.1126/science.149.3682.424. PMID: 17809406.

35. Cole D.G. The intraflagellar transport machinery of Chlamydomonas reinhardtii. Traffic 2003;4(7):435–42. PMID: 12795688.

36. Neuwald A.F., Aravind L., Spouge J.L., Koonin E.V. AAA+: a class of chaperonelike ATPases associated with the assembly, operation, and disassembly of protein complexes. Genome Res 1999;9(1):27– 43. PMID: 9927482.

37. Gee M.A., Heuser J.E., Vallee R.B. An extended microtubule-binding structure within the dynein motor domain. Nature 1997;390(6660):636–9. DOI: 10.1038/37663. PMID: 9403697.

38. Imamula K., Kon T., Ohkura R., Sutoh K. The coordination of cyclic microtubule association/dissociation and tail swing of cytoplasmic dynein. Proc Natl Acad Sci USA 2007;104(41):16134–9. DOI: 10.1073/pnas.0702370104. PMID: 17911268.

40. Brokaw C.J. Bend propagation by a sliding filament model for flagella. J Exp Biol 1971;55(2):289–304. PMID: 5114025.

42. Brokaw C.J. Computer simulation of flagellar movement. I. Demonstration of stable bend propagation and bend initiation by the sliding filament model. Biophys J 1972;12(5):564–86. DOI: 10.1016/S0006-3495(72)86104-6. PMID: 5030565.

43. Dymek E.E., Smith E.F. A conserved CaM- and radial spoke associated complex mediates regulation of flagellar dynein activity. J Cell Biol 2007;179(3):515–26. DOI: 10.1083/jcb.200703107. PMID: 17967944.

44. Smith E.F., Yang P. The radial spokes and central apparatus: mechano-chemical transducers that regulate flagellar motility. Cell Motil Cytoskeleton 2004;57(1):8–17. DOI: 10.1002/cm.10155. PMID: 14648553.

45. Аfzelius B.A. Electron microscopy of the sperm tail. Results obtained with a new fixative. J Biophys Biochem Cytol 1959;5(2):269–78. PMID: 13654448.

46. Satir P. Switching mechanisms in the control of ciliary motility. In: Modern cell biology. Vol. 4. Ed. by B. Satir. New York: Alan R. Liss, 1985. Pp. 1–46.

47. Satir P., Matsuoka T. Splitting the ciliary axoneme: implications for a “switchpoint” model of dynein arm activity in ciliary motion. Cell Motil Cytoskeleton 1989;14(3):345–58. DOI: 10.1002/cm.970140305. PMID: 2531043.

48. Brokaw C.J. Movement and nucleoside polyphosphatase activity of isolated flagella from Polytoma uvella. Exp Cell Res 1961;22:151–62.

49. Cibert C. Are local adjustments of the relative spatial frequencies of the dynein arms and the beta-tubulin monomers involved in the regulation of the 9 + 2 axoneme. J Theor Biol 2008;253(1):74– 89. DOI: 10.1016/j.jtbi.2008.01.029. PMID: 18405921.

51. Gibbons B.H., Gibbons I.R. The effect of partial extraction of dynein arms on the movement of reactivated sea-urchin sperm. J Cell Sci 1973;13(2):337–57. PMID: 4760590.

52. Warner F.D., Mitchell D.R. Structural conformation of ciliary dynein arms and the generation of sliding forces in Tetrahymena cilia. J Cell Biol 1978;76(2):261–77. PMID: 10605437.

53. Lindemann C.B., Rikmenspoel R. Sperm flagella: autonomous oscillations of the contractile system. Science 1972;175(4019):337–8. PMID: 4332629.

54. Lindemann C.B. Testing the geometric clutch hypothesis. Biol Cell 2004;96(9):681–90. DOI: 10.1016/j.biolcel.2004.08.001. PMID: 15567522.

55. Warner F.D., Satir P. The structural basis of ciliary bend formation. Radial spoke positional changes accompanying microtubule sliding. J Cell Biol 1974;63(1):35–63. PMID: 4424314.

56. Cibert C. Entropy and information in flagellar axoneme cybernetics: a radial spokes integrative function. Cell Motil Cytoskeleton 2003;54(4):296–316. DOI: 10.1002/cm.10100. PMID: 12601692.

57. Witman G.B., Plummer J., Sander G. Chlamydomonas flagellar mutants lacking radial spokes and central tubules. Structure, composition, and function of specific axonemal components. J Cell Biol 1978;76(3):729–47.

58. Nonaka S., Tanaka Y., Okada Y. et al. Randomization of left-right asymmetry due to loss of nodal cilia generating leftward flow of extraembryonic fluid in mice lacking KIF3B motor protein. Cell 1998;95(6):829–37. PMID: 9865700.

59. Marszalek J.R., Rui-Lozano P., Roberts E. et al. Situs inversus and embryonic ciliary morphogenesis defects in mouse mutants lacking the KIF3A subunit of kinesin-II. Proc Natl Acad Sci USA 1999;96(9):5043–8. PMID: 10220415.

60. Nakano I., Kobayashi T., Yoshimura M., Shingyoji C. Central-pair-linked regulation of microtubule sliding by calcium in flagellar axonemes. J Cell Sci 2003;116(Pt 8):1627–36. PMID: 12640046.

62. Porter M.E., Knott J.A., Gardner L.C. et al. Mutations in the SUP-PF-1 locus of Chlamydomonas reinhardtii identify a regulatory domain in the beta-dynein heavy chain. J Cell Biol 1994;126(6):1495–507. PMID: 8089181.

64. Suarez S.S., Varosi S.M., Dai X. Intracellular calcium increases with hyperactivation in intact, moving hamster sperm and oscillates with the flagellar beat cycle. Proc Natl Acad Sci USA 1993;90(10):4660–4. PMID: 8506314.

65. Naito Y., Kaneko H. Reactivated tritonextracted models of Paramecium: modification of ciliary movement by calcium ions. Science 1972;176(4034):523–4. PMID: 5032354.

66. Brokaw C.J. Calcium-induced asymmetrical beating of tritondemembranated sea urchin sperm flagella. J Cell Biol 1979;82:401–11. PMID: 479307.

67. Gibbons B.H., Gibbons I.R. Calciuminduced quiescence in reactivated sea urchin sperm. J Cell Biol 1980;84(1): 13–27. PMID: 7350165.

69. Yang P., Diener D.R., Rosenbaum J.L., Sale W.S. Localization of calmodulin and dynein light chain LC8 in flagellar radial spokes. J Cell Biol 2001;153(6):1315–26. PMID: 11402073.

70. Salisbury J.L., Floyd G.L. Calciuminduced contraction of the rhizoplast of a quadriflagellate green alga. Science 1978;202(4371):975–7. DOI: 10.1126/science.202.4371.975. PMID: 17798796.

71. Salisbury J.L. Contractile flagellar roots: the role of calcium. J Submicrosc Cytol 1983;15:105–10.

72. Okamura N., Tajima Y., Soejima A. et al. Sodium bicarbonate in seminal plasma stimulates the motility of mammalian spermatozoa through direct activation of adenylate cyclase. J Biol Chem 1985;260(17):9699–705. PMID: 2991260.

73. Agarwal A., Saleh R.A., Bedaiwy M.A. Role of reactive oxygen species in the pathophysiology of human reproduction. Fertil Steril 2003;79(4):829–43. PMID: 12749418.

74. Ford W.C. Regulation of sperm function by reactive oxygen species. Hum Reprod Update 2004;10(5):387–99. DOI: 10.1093/humupd/dmh034. PMID: 15218008.

75. Brokaw C.J., Luck D.J., Huang B. Analysis of the movement of Chlamydomonas flagella: the function of the radial-spoke system is revealed by comparison of wild-type and mutant flagella. J Cell Biol 1982;92(3):722–32. PMID: 7085755.

76. Okada Y., Nonaka S., Tanaka Y. et al. Abnormal nodal flow precedes situs inversus in iv and inv mice. Mol Cell 1999;4(4):459–68. PMID: 10549278.

78. Kotani N., Sakakibara H., Burgess S.A. et al. Mechanical properties of inner-arm dynein-F (dynein I1) studied with in vitro motility assays. Biophys J 2007;93(3):886– 94. DOI: 10.1529/biophysj.106.101964. PMID: 17496036.

79. Smith E.F. Hydin seek: finding a function in ciliary motility. J Cell Biol 2007;176(4):403–4. DOI: 10.1083/jcb.200701113. PMID: 17296793.

80. Wirschell M., Zhao F., Yang C. et al. Building a radial spoke: flagellar radial spoke protein 3 (RSP3) is a dimer. Cell Motil Cytoskeleton 2008;65(3):238–48. DOI: 10.1002/cm.20257. PMID: 18157907.

81. Heuser T., Raytchev M., Krell J. et al. The dynein regulatory complex is the nexin link and a major regulatory node in cilia and flagella. J Cell Biol 2009;187(6):921– 33. DOI: 10.1083/jcb.200908067. PMID: 20008568.

82. Darszon A., Beltrán C., Felix R. et al. Ion transport in sperm signaling. Dev Biol 2001;240(1):1–14. DOI: 10.1006/dbio.2001.0387. PMID: 11784043.

83. Steegborn C. Structure, mechanism, and regulation of soluble adenylyl cyclasessimilarities and differences to transmembrane adenylyl cyclases. Biochim Biophys. Acta 2014;1842(12 Pt B):2535–47. DOI: 10.1016/j.bbadis.2014.08.012. PMID: 25193033.

84. Sunahara R.K., Taussig R. Isoforms of mammalian adenylyl cyclase: multiplicities of signaling. Mol Interv 2002;2(3):168–84. DOI: 10.1124/mi.2.3.168. PMID: 14993377.

85. Hess K.C., Jones B.H., Marquez B. et al. The “soluble” adenylyl cyclase in sperm mediates multiple signaling events required for fertilization. Dev Cell 2005;9(2):249–59. DOI: 10.1016/j.devcel.2005.06.007. PMID: 16054031.

86. Xie F., Garcia M.A., Carlson A.E. et al. Soluble adenylyl cyclase (sAC) is indispensable for sperm function and fertilization. Dev Biol 2006;296(2):353–62. DOI: 10.1016/j.ydbio.2006.05.038. PMID: 16842770.

87. King S.M., Witman G.B. Multiple sites of phosphorylation within the alpha heavy chain of Chlamydomonas outer arm dynein. J Biol Chem 1994;269(7):5452–7. PMID: 7508939.

88. Yang P., Sale W.S. Casein kinase I is anchored on axonemal doublet microtubules and regulates flagellar dynein phosphorylation and activity. J Biol Chem 2000;275(25):18905–12. DOI: 10.1074/jbc.M002134200. PMID: 10858448.

89. Gokhale A., Wirschell M., Sale W.S. Regulation of dynein-driven microtubule sliding by the axonemal protein kinase CK1 in Chlamydomonas flagella. J Cell Biol 2009;186(6):817–24.

90. Wargo M.J., Smith E.F. Asymmetry of the central apparatus defines the location of active microtubule sliding in Chlamydomonas flagella. Proc Natl Acad Sci USA 2003;100(1):137–42.

Исследование спермы. Спермограмма.

Спермограмма выполняется как первый шаг в определении мужского фактора в бесплодном браке. Результаты исследования спермы отражают количественные и качественные показатели фертильности (плодовитости) мужчины.

Подготовка ксдаче спермограммы:

Эякулят (сперму) собирают после 3-5 дней полового воздержания. Образцы собираются непосредственно в лаборатории в стерильный контейнер. Не рекомендуется собирать эякулят для анализа используя презервативы, так как большинство презервативов содержат вещества, вредные для сперматозоидов (спермициды). Желательна сдача анализа спермограмы в условиях медицинского центра, т.к. образцы для анализа в лаборатории должны быть обработаны за время от 45 до 90 минут после сбора. Большее время ожидания или охлаждения наносит вред эякуляту. Для оценки фертильности мужины необходимы два анализа спермограммы, выполненная с разницей в 30-40 дней, так как концентрация сперматозоидов, и подвижность способна значительно изменяться.

Оценка результатов спермограммы поВОЗ 2010 (Всемирная организация здравоохранения)

• Спермограмма норма
• Значение PH ≥ 7.2
• Количество 1,5 мл эякулята (2 мл)
• Концентрация спермы ≥ 15 млн. (20 млн.). спермиев в одном миллилитре
• Общее число сперматозоидов ≥ 39 млн.
• Мобильность: ≥ 32% постепенно движущихся, ≥ 40% подвижных спермиев Морфология > 4% (30%)
• Количество живых спермиев (эозин-тест) ≥ 58% (75%)
• Агглютинация сперматозоидов отсутствует

• Количество спермы, как правило, не оказывает существенного влияния на фертильность. Решающим фактором является количество мужских половых клеток в жидкости.
• Нормальное значение рН слегка щелочной, кислый рН убивает спермотозоиды. Концентрация показывает, сколько миллионов сперматозоидов содержит каждый мл семенной жидкости.
• Подвижность разделена ВОЗ на 4 категории от А до D:
  • А – активно-подвижные сперматозоиды – поступательное движение вперед
  • B – малоподвижные с прямолинейным движением вперед
  • C – малоподвижные без движения вперед, двигаются, оставаясь на одном месте
  • D – неподвижные = никакого движения
  • Мобильность признается нормальной, если имеется 25% подвижных сперматозоидов способных двигаться быстро (категория А) или, по крайней мере, 50% способных к движению постепенно перемещающихся сперматозоидов (категория А + В).
  • Морфология спермиев является важным элементом для оценки фертильности. Сперматозоид состоит из трех частей головки, шеи и хвоста. Головка сперматозоида несет генетическую информацию (ДНК) и называется акросома. Она покрыта оболочкой, содержащей ферменты, необходимые для растворения клеточной мембраны яйцеклетки в момент проникновения сперматозоида в яйцеклетку. В середине – в области шеи, представляет собой клетку, митохондрии, которые используются для производства энергии в пути в шейку матки, матки и маточных труб.
  • Наличие антител против сперматозоидов в семенной жидкости тоже влияет на фертильность. Эти антитела запускают механизм аутоиммунной реакции, вызывающий слипание клеток, и приводит к снижению подвижности. Присутствие этих антител обнаруживается тестом на смешанную антиглобулиновую реакцию (MAR) (тест на реакцию смешанной агглютинации). В Если семенная жидкость(сперма) содержит большое количество лейкоцитов, то это указывает на существующую инфекцию (воспалительный процесс). Если обнаружено более миллиона лейкоцитов на миллилитр семенной жидкости, это расценивается как патология.
  • В норме эякулят разжижается в течение десяти до 30 минут. Если процесс требует гораздо более длительного времени, уменьшается способность оплодотворения, так как сперматозоиды не достаточно быстро перемещаются.

  Возможные заключения спермограммы (расшифровка):

  • нормоспермия (нормозооспермия) – норма;
  • олигоспермия – недостаточный объем спермы;
  • полиспермия – повышение количества образующегося эякулята;
  • вискозипатия – повышенная вязкость;
  • олигозооспермия – снижение количества сперматозоидов;
  • криптозооспермия – выраженное снижение концентрации мужских половых клеток;
  • азооспермия – отсутствие сперматозоидов;
  • астенозооспермия – низкая подвижность сперматозоидов;
  • акиноспермия (акинозооспермия) – полная неподвижность сперматозоидов; тератозооспермия – (сперма с аномальной структурой);
  • некроспермия (некрозооспермия) – сперма с мертвыми клетками;
  • лейкоспермия (лейкоцитоспермия, пиоспермия) – семенная жидкость с гноем, лейкоцитами – воспалительный процесс;
  • гемоспермия – кровь в сперме.

  Как устроена мужская репродуктивная система

  В отличие от женщин, у мужчин большая часть репродуктивной системы вынесена наружу и находится вне полости таза. Существует забавная теория, согласно которой мужские половые органы выполняют ту же функцию, что рога оленей, пышные хвосты павлинов, клыки львов и тигров. У приматов гениталии служат для демонстрации физической силы и превосходства над другими самцами.

  Видимо, поэтому многие мужчины так сильно комплексуют, если испытывают проблемы в интимной сфере, и подолгу не решаются посетить врача, боясь, что «все об этом узнают».

  Если же оставить психологические моменты в стороне и говорить исключительно о физиологии, то мужская репродуктивная система выполняет три основные функции:

  • производство сперматозоидов и семенной жидкости;
  • доставка спермы в женские половые органы;
  • синтез мужского полового гормона – тестостерона.

  НАРУЖНЫЕ ПОЛОВЫЕ ОРГАНЫ МУЖЧИНЫ

  
  

  К наружным мужским половым органам относятся: половой член, яички и мошонка, придатки яичек.

  • Половой член , или пенис — орган, предназначенный для полового акта и извержения спермы во влагалище женщины. Он состоит из трех частей: корня (при помощи него пенис прикрепляется к лобковой области), тела и головки, прикрытой складкой кожи – крайней плотью. В области крайней плоти находится много желез, которые вырабатывают сальную смазку — смегму . Внутри половой член состоит из трех частей (их называют телами). Два пещеристых (кавернозных) тела находятся сверху. Именно они, заполняясь кровью, обеспечивают эрекцию. Внизу находится губчатое (спонгиозное) тело — в нем проходит мочеиспускательный канал. Во время полового акта, когда из пениса извергается сперма, путь для мочи перекрывается.
  • Яички у взрослого мужчины имеют размер крупных оливок. Они вырабатывают тестостерон и производят сперматозоиды. Природа не зря поместила мужские яички, в отличие от женских яичников, вне полости таза. Для нормального сперматогенеза (процесса образования спермы) температура яичек должна быть немного ниже, чем внутри тела. В качестве системы «климат-контроля» в данном случае выступает мошонка.
  • Придаток яичка — длинный, извитой, скрученный в клубок канал, в котором хранятся и дозревают сперматозоиды. Придатки находятся внутри мошонки позади яичек. Из них сперматозоиды попадают в семявыносящие протоки .

  ВНУТРЕННИЕ ПОЛОВЫЕ ОРГАНЫ

  
  

  Врачи-урологи уверяют, что у каждого мужчины есть два сердца. «Верхнее» находится в груди и перекачивает кровь, а «нижнее» — возле мочевого пузыря, там, где от него отходит мочеиспускательный канал. «Вторым сердцем» мужчины называют предстательную железу (простату) . Размером простата примерно с грецкий орех, она добавляет в сперму свой секрет, который содержит питательные вещества.

  Другие внутренние мужские половые органы:

  • Семявыносящие протоки начинаются от придатков яичек и несут сперму в мочеиспускательный канал. Сам мочеиспускательный канал тоже можно рассматривать как часть мужской репродуктивной системы.
  • Семенные пузырьки впадают в семявыносящие протоки возле мочевого пузыря. Жидкость, которую они вырабатывают, составляет большую часть эякулята. Секрет семенных пузырьков содержит много сахара-фруктозы, он дает сперматозоидам энергию.
  • Бульбоуретральные (куперовы) железы размером с горошины находятся рядом с предстательной железой, выделяют в мочеиспускательный канал секрет, который смазывает его стенки и нейтрализует кислотность от оставшейся мочи.

  А знаете ли вы, что во время эякуляции организм мужчины покидают от 30 до 500 миллионов сперматозоидов?

  КАКИЕ ГОРМОНЫ РЕГУЛИРУЮТ РАБОТУ МУЖСКОЙ
  РЕПРОДУКТИВНОЙ СИСТЕМЫ?

  Работа мужской репродуктивной системы главным образом зависит от трех гормонов. Лютеинизирующий (ЛГ) и фолликулостимулирующий (ФСГ) гормоны вырабатываются гипофизом — железой, которая находится у основания головного мозга. ФСГ стимулирует образование сперматозоидов , ЛГ — синтез тестостерона .

  Тестостерон необходим для производства спермы, а также возникновения вторичных половых признаков: увеличения мышечной массы, роста волос на теле по мужскому типу, полового влечения к женщинам, низкого голоса и др.

  КАК ОБРАЗУЕТСЯ СПЕРМА?

  Производство спермы называется сперматогенезом. Он может происходить только под влиянием гормонов, поэтому до полового созревания (12–16 лет) организм мальчика не способен производить сперматозоиды.

  Когда в организме подростка повышается уровень тестостерона, активируется сперматогоний — особые стволовые клетки в яичках. Они превращаются в сперматоциты . Эти клетки содержат двойной набор хромосом, после деления из них образуются вторичные сперматоциты , содержащие по одному набору хромосом.

  У человека есть две половые хромосомы – X и Y. Яйцеклетка может содержать только хромосому X. Сперматозоид – либо X, либо Y. Если яйцеклетку оплодотворяет сперматозоид с Y-хромосомой, получается мальчик, если с X – девочка.

  Из сперматоцитов образуются сперматидные клетки . На этом сложный процесс образования спермы не заканчивается. Сперматидные клетки проходят через процесс, известный как спермиогенез . У них отрастают хвостики, и они приобретают черты, характерные для сперматозоидов . После дозревания в придатке яичка они готовы покинуть организм мужчины в поисках яйцеклетки.

  Зрелый сперматозоид умеет передвигаться со скоростью 20 см в час. И это при том, что его длина составляет 0,05 мм.

  БЫВАЕТ ЛИ У МУЖЧИН МЕНОПАУЗА?

  Термин «менопауза» обозначает прекращение менструаций у женщин. Происходит это из-за падения уровня половых гормонов. В норме в мужском организме такого происходить не должно. Яички могут вырабатывать сперму и в 80 лет, и в более старшем возрасте.

  Однако у некоторых мужчин уже в 40–50 лет уровень тестостерона снижается, производство спермы падает. Нередко это происходит на фоне хронических заболеваний, таких как сахарный диабет. Считается, что это может приводить к таким симптомам, как эректильная дисфункция (ослабление эрекции), депрессия, слабость. Иногда такое состояние называют «мужской менопаузой». При низком уровне тестостерона назначают гормональную заместительную терапию.

  Доктора Института репродуктивной медицины REMEDI знают всё о репродуктивном мужском здоровье. Мы знаем, как его сохранить и восстановить, подарить мужчине способность иметь детей.

  Приключения в сперматроне: Тайны плывущих против течения сперматозоидов, раскрытые ученым из Сколтеха

  
  

  
  Для Василия Канцлера момент озарения наступил, когда к нему в лабораторию неожиданно зашла его подруга. В настоящее время ученый из Сколтеха публикует результаты своего исследования в журнале eLife. Его эксперименты могут способствовать объяснению факторов, способствующих восходящему движению сперматозоидов к яйцеклетке, и, возможно, помочь мужчинам и женщинам, испытывающим проблемы с зачатием.
  “Был выходной день, и в лабораторию зашла моя подруга. “Ей стало скучно, и она попросила посмотреть в микроскоп на что-нибудь необычное,” вспоминает 34-летний биофизик из России, “поэтому мне пришлось импровизировать. В лаборатории имелись только образцы спермы”.
  Затем произошло нечто интересное. В отсутствие каких-либо изменений температуры или использования химических веществ сперматозоиды поплыли против течения внутри специального канала. Казалось, что клетки сознательно принимают участие в этом невероятном спортивном состязании, которое веками озадачивало и очаровывало ученых. “Это заставило меня призадуматься”, говорит Канцлер, “и мне в голову пришло интуитивное объяснение. Перемещаясь против потока вблизи поверхности раздела сред, где течение относительно невелико, головка клетки ощущает меньшее воздействие, чем кончик хвоста – вот та сила, которая направляет клетку против течения. Это больше напоминало механическое явление, нежели биологическое”.

  
  

  Следующей задачей стало преобразование его гипотезы в серию экспериментов. Канцлеру необходимо было объяснить механизм, обуславливающий целенаправленное перемещение сперматозоидов в темной фаллопиевой трубе и прохождение ими расстояния примерно в тысячу раз превышающего их собственную длину, причем в вязкой среде. Это путешествие начинают сотни миллионов клеток, но лишь немногие выносливые пловцы достигают пункта назначения – яйцеклетки. Они плывут вопреки всем трудностям и – против течения.
  Канцлер, который в настоящее время принимает участие в годичной программе по подготовке преподавательских кадров в рамках инициативы МТИ-Сколтех в Кембридже, штат Массачусетс, вошел в состав группы, состоящей также из помощника профессора кафедры прикладной математической физики МТИ Йорна Дункеля, профессора кафедры комплексных физических систем Кембриджского университета и члена Королевского Общества (FRS) Реймонда Голдштейна, а также главного эмбриолога британской клиники Боурн Холл Мартина Блейни.
  Пытаясь выяснить способности клеток, ученые создали целый ряд искусственных каналов различного размера и формы, в которые помещалась сперма. Используя сначала бычью сперму, а затем человеческую, ученым удалось добиться изменения движения жидкости по каналам и изучить реакцию клеток на различные скорости течения.
  Они открыли, что при определенных скоростях потока клетки спермы могли весьма эффективно плыть против течения. “Если поток будет слишком быстрым, то клетки просто смоет, если слишком медленным, то механический эффект будет недостаточным”, говорит Канцлер. “Также мы выяснили, что жгутик сперматозоида имеет асимметричную форму, что приводит к дополнительному поперечному перемещению”.

  Это объясняет тот факт, что сперматозоиды плывут против течения не прямолинейно, а совершая в канале спиралевидное движение. По мнению ученых, их эксперименты объясняют, за счет чего сперматозоиды могут преодолевать такие значительные расстояния перед тем, как они приблизятся вплотную к яйцеклетке и начнут обнаружение химических сигналов в фаллопиевой трубе. “Мы все чрезвычайно взволнованы этим событием. Поток жидкости имеется всегда, и поэтому клетки знают, куда им необходимо двигаться. Возможно, нам удалось найти объяснение этого важнейшего механизма”.
  Канцлер считает, что результаты проведенных группой исследований могут стать источником перспективных идей для лечения как мужчин, так и женщин с целью упрощения зачатия для бездетных пар. “Это могло бы помочь как мужчинам с малым числом сперматозоидов, так и женщинам, страдающим недостатком биологических жидкостей. Обычно проблема возникает при сочетании этих факторов”.
  “Другая возможность заключается в том, что поскольку найден способ контроля подвижности сперматозоидов, можно попытаться разделить клетки по различным способностям к плаванию, а дальше проанализировать их ДНК и выяснить, насколько генетический код связан с подвижностью сперматозоидов и их способностью к перемещению”.
  Что вы покажете знакомой во время ее следующего неожиданного визита?
  “Возможно, микроканал под названием сперматрон”, улыбается он. “Это система, где мы можем увеличивать локальную концентрацию сперматозоидов для изучения коллективного поведения и возникающих при этом закономерностей. Это весьма увлекательно”.

  Читайте также:

    
  • Красивые длинные волосы в домашних условиях, красивые длинные волосы
    
  • Кортикостероиды при гипертонической болезни. Эссенциальная гипертония
    
  • Пять рецептов грибных блюд, которые вы можете приготовить
    
  • Отравление бромидами и их побочные эффекты
    
  • Контрастная эхокардиография миокарда для диагностики жизнеспособного миокарда